Boîte de Petri

­bactéries (1 fois par jour à la pause de 10h avec boite de pétrie)  ­spectre du dentifrice (à la manière du TP chapitre 4 de 1ère S).  ­noter  ce  qu'on  a  mangé  avant.  Il  faut  éviter  évité  les  aliments  acides  ou  les  signalés  dans  la  fiche de résultats)  Nous  avons aussi cherché la publicité autour des dentifrices que  nous avions achetés durant la  semaine,  pour  pouvoir  commencer  a  discuté  de  l’aspect  économique  de  notre  sujet  en attente  des boites de pétrie:  http://www.youtube.com/watch

l'inoculation et l'ensemencement Micropipettes pour une prise très précise Becher á différents volumes Verre á pied (200cc, 60cc) Lames et lamelles utilisées pour l'observation microscopique Tubes à essai Autres matériels : Boites de Pétri pour les cultures bactériennes Tubes à hémolyse Anse de platine utilisée en ensemencement Porteoirs Poires pour aspirer les solutions Milieux de culture : a- Solides : CPS : pour la culture et l'isolement des germes urinaires (ex

niveau, c'est à dire une culture in vitro de germes de pommes de terre. Nous extraierons différentes parties de la pomme de terre afin de voir si l'une d'entre elles se clone plus facilement qu'une autre.   Matériel : * Agar-agar * Boîte de pétri * Eau distillée * Eau de javel fraichement préparée (berlingot de 250mL du commerce mélangé à 750mL d'eau distillée) * Alcool à 70° et 90° * Scalpel, pinces longues * Plaque chauffante * milieu de culture : liquide de Knop

la forme des bactéries que la boîte de pétri contient des bacilles. d) Méthode par les disques a) But et principe Après avoir préparé une suspension bactérienne d’opacité à 0,5 McFarland dans un tube à essai, on ensemence une boîte de Mueller Hinton à l’aide d’un écouvillon stérile. Puis on dépose six disques antibiotiques (Kanamycine, Pénicilline, acide fusidique, amoxicilline, nitrofurantoïne ou furadantine et érythromycine) sur le milieu gélosé. On laisse la boîte incuber pendant 24 heures.

la plante hôte des nodules (nodosités). But de TP : ✓ Isoler les rhizobiums partir de Medicago et les identifier par coloration de gram. Matériel utilisé : • Racines nodulées de la luzerne annuelle Medicago truncatula. • Boites de Petri contenant le milieu YMA + Rouge Congo • Plaques en verre stériles. • Tubes stériles. • Pinces stériles. • Scalpels stériles. • Anse de platine. • Etuve à 28° C. • Bec Bunsen • Microscope • Lames Produits

colorants alimentaires Expérience 1) préparation de la cuve Verser l'éluant (constitué de solution NaCl à 40 g/L + éthanol à 95° à raison de 5 : 1 volumes) dans la cuve à chromatographie sur une hauteur d'environ 1 cm. Recouvrir la cuve avec la boîte de Pétri. 2) préparation de la plaque - Prendre la plaque à chromatographie pour CCM dans le sens de la hauteur et tracer, sans appuyer, un trait de crayon dans le sens de la largeur à 1,5 cm du bord inférieur : c'est la ligne de dépôt. - Avec un tube

devenir de ce caractère au cours de la méïose. I. CYCLE DE DEVELOPPEMENT D’UN CHAMPIGNON HAPLOIDE. Une souche sauvage, (petit cube de gélose contenant des spores sombres) de Sordaria macroscopa, est déposée sur de la gélose nutritive, dans une boite de Pétri, à la lumière et température ambiantes. (On peut travailler sur des photographies de cultures de Sordaria.) Observer la culture (15 jours plus tard) à la loupe binoculaire. Prélever délicatement, sans gélose, à l’aide d’une pince fine, quelques fructifications

traitement à l'ozone en 1993 ont été placées dans des boîtes de Pétri de 10 cm de diamètre qui contenaient un papier filtre humidifié et un papier ciré. Six larves ont été regroupées dans une même boîte de Pétri afin de reproduire les conditions de grégarité qui prévalent durant le développement larvaire de la livrée des forêts (Stehr et Cook, 1968). À la fin du troisième stade de développement, les larves ont été déplacées dans des boîtes de Pétri de 15 cm de diamètre pour leur fournir un espace suffisant

Mode opératoire La présence de ce schéma indique que la partie de l’étape en cours est effectuée dans des conditions stériles. 1ere étape : Pré-culture de Polyporus brumalis sur boite de pétri. (Déjà réalisée) 2ème étape : Pré-culture en fiole de roux à partir de la culture sur boite de pétri : En premier temps, préparation du milieu de culture de la fiole de roux et inoculation : Les fioles de roux sont ensuite incubées pendant deux semaines à 25 °C

| 1) Protocole expérimental ← Préparation de la cuve : a) Inscrire l’un de vos noms sur un bécher de 200 mL. Sous hotte, à l’écart de toutes sources chaudes, verser l’éluant sur une hauteur d’environ 1/2 cm. Recouvrir la cuve d’une boîte de pétri. ← Préparation de la phase fixe et des dépôts : b) Prendre délicatement avec des gants une plaque d’aluminium (5cm x 10cm) recouverte de silice avec activateur sensible aux U.V. et y tracer une ligne de dépôt à 1 cm du bord inférieur. Tracer